搞定慢病毒轉導，您只需要這么做！

如何添加慢病毒量？確定靶細胞 MOI 值

不論是對活體還是體外培養的哺乳動物細胞，慢病毒表達載體對遺傳物質的轉導效率至關重要。慢病毒最早起源于人免疫缺陷病毒 (HIV) 或貓免疫缺陷病毒（FIV），能夠感染幾乎所有類型的細胞，包括難以用質粒轉染甚至無法用質粒轉染的細胞。

許多客戶對如何用慢病毒顆粒進行轉導持有疑問，特別是對如何選擇適合的慢病毒量感到困惑。這個問題可根據確定細胞的最佳感染復數（Multiplicity of Infection, MOI）來解決。

滴度與 MOI？

TU/mL 是目前使用廣泛的慢病毒顆粒滴度單位，「TU」為「Transduction Units」的縮寫，表示可成功轉導目的細胞的基因組數。

選購慢病毒顆粒之前，首先需了解目的細胞的最佳感染復數：MOI。MOI 的概念很簡單，可有效感染細胞的慢病毒顆粒數與被感染細胞數的比值即為該細胞的 MOI 值。例如，應用 106 TU 慢病毒感染 106 個細胞可成功使 80% 以上細胞達到轉導目的時，MOI=1；如需要以 5 × 106 TU 病毒才可成功感染 106 個細胞，則 MOI = 5。（TU/mL 為慢病毒滴度單位，TU 表示有活性的慢病毒量）

如何確定目的細胞的 MOI 值?

慢病毒對不同類型細胞的轉導效率各不相同，因此 MOI 也各異。在此，我們列出了多種常用細胞系的 MOI，助您選購合適的慢病毒量。下表是 GeneCopoeia 通過實驗摸索得出的多種細胞系的 MOI 參考值。

請注意：上表所示的 MOI 值僅供您選購慢病毒時作為用量參考。根據細胞狀態、操作手法等的差別，實際數據可能有輕微浮動。所以當您收到所購買的慢病毒時，我們仍然建議您通過設計梯度 MOI 感染小量細胞實驗（如：MOI = 0.3, 1, 3, 5, 10, etc.）檢測目的細胞的轉導效率，確認其 MOI 值。另外，若您的實驗細胞未被列在上表中，梯度實驗確定最佳 MOI 是至關重要。您可將病毒進行梯度稀釋，分別感染等量的細胞（見圖 1）。
 

圖 1. 梯度稀釋慢病毒顆粒，摸索細胞最佳 MOI 值

進行轉導的 1 天前，于 96 孔板鋪板培養目的細胞 (實例中使用了 H1299 細胞)；在進行轉導當天，以 10 倍梯度稀釋慢病毒并分別進行轉導；轉導 72 小時后以熒光顯微鏡觀察 GFP 報告基因表達情況，確定該細胞在最佳轉導效果下的慢病毒量。

最后，若您的實驗細胞要求較高的 MOI 值, 您還可通過以下幾種方法將其降低。方法一是加入 polybrene (hexadimethrine bromide), 一種能夠減少病毒與細胞膜間電荷排斥作用的陽離子聚合物。另一種方法是使用能夠捕獲慢病毒顆粒的磁珠（例如，利用磁珠可成功地將 MM-AN 細胞的 MOI 從 16 降到 4）。購買或構建克隆時，可選擇載體骨架上帶有標記基因（如：Puromycin, Neomycin 等）的克隆，可方便后續進行藥物篩選，建立將目的基因成功地隨機整合到特定細胞的穩定細胞株。

二、慢病毒感染目的細胞實驗步驟

1. 感染預實驗

以 24 孔培養板為例，同時進行目的細胞和工具細胞的感染預實驗。工具細胞可選擇 293T（人胚腎上皮細胞）、H1299（人肺癌細胞）或其它細胞。實驗材料：培養基、24 孔培養板，移液槍，槍頭， EP 管，細胞計數板、冰盒、廢液缸等。（根據目的細胞情況，可酌情使用 Polybrene）

Day1：
準備細胞：培養細胞至對數生長期，細胞以胰酶消化計數后，用細胞計數測出細胞密度，每孔接種 5×104 個細胞，添加細胞培養液至 500µL。通常情況下，該接種量的 H1299 或 293T 細胞在感染后第 3 天可生長至 80%-90% 融合度。（接種目的細胞時，請根據細胞的實際生長速度調整接種量，使目的細胞感染后第 3 天生長至 80%-90% 融合度）

Day2：
（1）準備慢病毒顆粒：計算所需慢病毒顆粒的量，將凍存在 -80℃ 的慢病毒顆粒取出，冰浴融化；
（2）感染目的細胞：從培養箱中拿出細胞，置于顯微鏡下觀察細胞生長狀態及細胞融合度；如細胞狀態較好，則開始實驗：
A. 用移液槍小心吸去 24 孔板中的舊培養液，加入新的培養液；
B. 在細胞中分別加入計算好的慢病毒顆粒液，將培養板平置于工作臺上，以劃 8 字的方式輕柔混勻；
C. 混勻后，細胞培養板置于 37℃、5% CO2 培養箱，過夜培養。

Day3：
更換培養液：感染 12-16 小時后，吸出含慢病毒顆粒的培養液，重新向培養板添加含 5% 滅活 FBS（胎牛血清）的培養液，繼續培養。（目的細胞需要調整感染時長，部分細胞不可感染超過 12 小時。）

Day4：
繼續培養細胞，觀察細胞狀態是否有異常。

Day5：
觀察（評估）慢病毒顆粒感染效率：蓋緊 24 孔培養板，使用 70% 乙醇清理培養板外壁，在倒置熒光顯微鏡觀察熒光，拍照并估計慢病毒顆粒對細胞的感染效率。（如果慢病毒顆粒攜帶的基因表達所需的時間較長，熒光表達所需時間也較長，建議感染 72、96 小時后觀測熒光表達。）

根據熒光情況，可以初步從 MOI 梯度摸索實驗中，找出適合目的細胞的 MOI 值。
 

圖 1. H1299 細胞的 MOI 梯度摸索結果示例
 

示例中使用的慢病毒顆粒是 LPP-eGFP-Lv105（滴度 1×10 8TU/mL），曝光時間 1s，顯微倍數 100×。從上圖可見第 2 組細胞的感染效率已達到 90%。由于慢病毒顆粒對細胞有一定毒性，當 MOI 值過高時，繼續添加慢病毒顆粒，感染效率沒有明顯增加，且細胞狀態容易變差、皺縮甚至死亡。

熒光報告基因和目的基因的相對表達并不總是成等比關系的。在有的情況下，即使熒光報告基因表達較低或無表達，目的基因依然能夠表達；反之亦然。所以在觀察熒光效果后，建議使用 qRT-PCR 作進一步鑒定。
 

圖 2. 293T 細胞的 MOI 梯度摸索結果示例
 

示例中使用的慢病毒顆粒是 LPP-eGFP-Lv105（滴度 1×108TU/mL），曝光時間 0.6s，顯微倍數 100×。從上圖可見第 2 組細胞的感染效率已達到 80%。由于慢病毒顆粒對細胞有一定毒性，當 MOI 值過高時，繼續添加慢病毒顆粒，感染效率沒有明顯增加，且細胞狀態容易變差、皺縮甚至死亡。

2. 摸索細胞的最適藥物篩選濃度

細胞的種類與狀態均會影響慢病毒顆粒轉導效率，部分細胞可能與慢病毒顆粒有相互抵抗的現象，導致感染效率低。當您在感染后 72、96 小時后發現感染效果仍不理想，建議對感染后的細胞進行藥物篩選（藥篩），以收集較多感染成功的細胞。

慢病毒顆粒攜帶的基因整合到目的細胞基因組是隨機發生的非同源性重組，當抗性基因表達時，目的基因不一定也能表達，在進行藥篩處理后，還要以 qRT-PCR 作進一步鑒定。

在進行正式的抗生素篩選前，建議您先對空白細胞的最小致死濃度進行摸索、優化。
 

表 4. 抗生素篩選細胞的相關參考值

以 293T 細胞+Puromycin 為例，從相關文獻查得 Puromycin 對 293T 細胞的最小致死濃度為 2 µg/mL。在 2 µg/mL 附件多設置幾個濃度梯度，可以得出較精確的的篩選濃度。

（1）準備 24 孔培養板，按每孔 1-5×104 細胞數 (約等于 20%-35% 融合度) 接種 293T 空白細胞，對其中 6 個孔進行鋪板；

（2）一般 Puromycin 母液的濃度是 10 mg/mL，用細胞培養基將 Puromycin 母液稀釋 1000 倍，可獲得終濃度為 10 µg/mL 的 Puromycin 稀釋液；

（3）按表 5 所示，每孔添加相應的細胞培養基和 Puromycin；

（4）24 孔培養板置于 37℃、5% CO2 培養箱，培養過夜；

（5）按表 4 的藥篩時間和觀察時間建議，定期在熒光顯微鏡下觀察細胞狀態。
當空白細胞剛好能全部死亡時，該濃度的抗生素可作為最適藥篩濃度。
 

表 5. 藥物篩選濃度梯度參考（Puromycin）

 

* 表格中使用的 Puromycin 濃度為 10 µg/mL，是由 10 mg/mL 的 Puromycin 母液以細胞培養液稀釋 1000 倍所得。

注：以上表格的設置僅供參考。通常即使細胞一樣，由于培養的條件和傳代次數不一樣，篩選濃度亦不一樣。可根據試驗結果進行更進一步的細化濃度梯度設置。 如果藥篩過程中細胞量較少，為保持細胞的數一定，一般不換液，只有在穩轉株藥篩過程中，根據細胞生長速度，3-4 天換液一次。

如果目的細胞較難感染，一次感染不能達到預期效果時，在感染 3 天后可對目的細胞進行藥篩處理，獲得較多被感染的細胞，如以下例子所示：
 

圖 3. 人食管癌細胞 CE-81T（貼壁細胞）的藥篩前后效果對比
 

圖 4. 人骨肉瘤細胞 Hos（貼壁細胞）的藥篩前后效果對比
 

圖 5. 人白血病 K562（懸浮細胞）的藥篩前后效果對比
 

圖 6. 293T 細胞在不同融合度的明視野效果（放大倍數：100×）

3. 實驗體系的放大和正式實驗；

根據預實驗結果，放大慢病毒顆粒細胞感染實驗，實施正式實驗。

通過慢病毒顆粒感染細胞的預實驗，我們大致獲得慢病毒顆粒感染目的細胞的優化條件。正式實驗所用的細胞數往往比預實驗多，慢病毒顆粒用量也需要適當放大。放大原則是保持細胞密度一致，按實際細胞數與預實驗細胞數的比例放大培養液體積和慢病毒顆粒用量。有兩種放大方法可供參考：

按底面積放大（適用于貼壁細胞）
當細胞的密度不變時，細胞總數和底面積成正比，且 MOI 不變，所需慢病毒顆粒用量也和底面積成正比。假設預實驗使用 96 孔板（底面積 0.3 cm2），使用 1 μL 慢病毒顆粒（滴度 1×108 TU/mL）可成功感染細胞；如正式實驗使用 6 孔板（底面積 10 cm2），則：
底面積的放大倍數 ≈ 33
正式的慢病毒顆粒用量 = 預實驗用量×33 = 33 μL 慢病毒顆粒（滴度 1×108 TU/mL）
注：請確保細胞均勻、單層分布，不成簇生長。

按培養體積放大（適用于懸浮細胞）
當細胞的密度不變時，細胞總數和感染體積成正比，且 MOI 不變，所需慢病毒顆粒用量也和培養液體積成正比。假設預實驗使用 96 孔板（培養體積 100μL），使用 1 μL 慢病毒（滴度 1×108 TU/mL）可成功感染細胞；如正式實驗使用 6 孔板（培養體積 2 mL），則：
培養體積的放大倍數 = 20
正式的慢病毒顆粒用量 = 預實驗用量×20 = 20 μL 慢病毒顆粒（滴度 1×108 TU/mL）
注：請確保細胞生長狀態良好。

三、使用慢病毒的常見問題

1. 怎樣購買份量合適數量的慢病毒顆粒？

一套完整實驗所需的慢病毒顆粒包括：1. 含有目的基因的慢病毒顆粒，2. 陰性對照慢病毒顆粒，3. 用于預實驗的陽性對照慢病毒顆粒。

購買時可以根據目的細胞特性、檢測方法、培養器皿估算慢病毒顆粒的最佳用量，避免剩余的大量慢病毒顆粒超出最佳保存期；此外，GeneCopoeiaTM 同時提供高滴度低價格的陽性對照慢病毒顆粒，幫助您以較低的預算和較充足的材料完成預實驗的條件探索。初次使用慢病毒顆粒的研究者也可使用陽性對照慢病毒顆粒熟悉實驗過程。

2. 慢病毒顆粒可以用于動物體內（In vivo）實驗嗎？

GeneCopoeiaTM 提供的即用型慢病毒顆粒全部經過純化、濃縮處理，去除了細胞碎片等雜質，進一步降低免疫原性，適用于各類活體動物注射實驗和成瘤實驗。

3. 慢病毒顆粒對目的細胞的感染效率很低，如何提高感染效率？

提高感染效率的前提是保證細胞生長狀態良好。其次，可以通過提高 MOI 值來提高感染效率，也可以在培養基中加入 Polybrene (4-10 µg/mL) 提高感染效率。

4. 添加慢病毒顆粒后，細胞為什么大量死亡?

慢病毒顆粒對靶細胞有一定毒性。添加量過多、感染時間過長都可能對目的細胞 造成傷害。如遇上這種情況，建議您降低 MOI 值，并在感染細胞 4-8 小時后進行換 液（以新鮮的全培養基替換含慢病毒顆粒的舊培養基），最長換液時間不可大于 12 小時。

5.Polybrene 是什么？在慢病毒顆粒感染中，Polybrene 添加越多越好嗎？

Polybrene 是常用的感染添加劑，通常的使用濃度為 4-10 µg/mL，Polybrene 能 顯著提高慢病毒的感染效率，通常能提高感染效率 2-10 倍，對部分細胞甚至可 提高感染效率 10-20 倍。當目的細胞 MOI 高于 20 時，我們建議在培養基中加入 Ploybrene(約 4-10 µg/mL) 適當提高感染效率。

然而，Polybrene 有一定的細胞毒性，不同細胞對 Polybrene 的敏感度和耐受性不同，部分細胞對 Polybrene 反應明顯，容易導致細胞狀態變差、形態發生變化、甚至死亡，因此并非每種細胞都適合添加 Polybrene。

在正式使用 Polybrene 前，建議在 1-10 µg/mL 范圍內設置梯度，觀察細胞在該濃度下，24 小時后是否仍保持健康生長，從而確定該細胞的最適 Polybrene 濃度。

6. 目的細胞可以被慢病毒顆粒感染，但 eGFP 的熒光強度很低，為什么？

在目的細胞被慢病毒顆粒感染過程中，eGFP 熒光強度取決于病毒感染細胞內的慢病毒顆粒數、細胞本身的狀態、細胞類型以及觀察時間等。一般情況下，目的細胞感染慢病毒顆粒數越多，細胞增殖越快，eGFP 熒光會較強。慢病毒攜帶基因表達時間較長，一般在增殖較快的細胞中也需要感染 72-96 小時才會到達 eGFP 的表達高峰。對于增殖較慢的細胞，感染時間則需更長。建議如果您的細胞在感染后觀察的熒光強度較低，建議繼續培養一段時間再觀察。

7. 進行慢病毒顆粒感染后，為什么目的細胞用 qPCR 檢測不到目的基因表達量的變化？

如果使用的檢測方法是 qPCR，原因可能是目的基因含特殊序列結構、或與目的細胞系統不能兼容的問題，導致轉錄受影響，建議同時培養、感染目的細胞和 293T 工具細胞，同時進行檢測，如目的基因在 293T 細胞轉錄不受影響，則可能為目的基因與目的細胞的相互作用導致轉錄受阻。

8. 慢病毒顆粒在儲存期間不慎染菌，還可以繼續使用嗎？

如慢病毒顆粒不慎染菌，且實驗材料有限，可以使用 0.45 µm 濾膜對慢病毒進行濾菌操作。當然，該操作會導致一定程度的滴度損失及慢病毒顆粒總量損失。如條件允許，建議重新購買該種慢病毒。